? 精浆中晚期氧化蛋白产物水平与畸精子症及体外受精结局参数的关系 365bet官方网投_365bet足球比分_365bet足彩
文章快速检索 ? ? 高级检索
??南方医科大学学报??2019, Vol. 39Issue (8): 937-943??DOI: 10.12122/j.issn.1673-4254.2019.08.10.
0

引用本文?[复制中英文]

田建伟, 谢婷婷, 邱卓琳, 刘婧, 张嘉琳, 叶文婷, 宋亚丽. 精浆中晚期氧化蛋白产物水平与畸精子症及体外受精结局参数的关系[J]. 南方医科大学学报, 2019, 39(8): 937-943. DOI: 10.12122/j.issn.1673-4254.2019.08.10.
TIAN Jianwei, XIE Tingting, QIU Zhuolin, LIU Jing, YE Wenting, SONG Yali. Association of advanced oxidation protein products in seminal plasma with teratospermia and outcome parameters of in vitro fertilization[J]. Journal of Southern Medical University, 2019, 39(8): 937-943. DOI: 10.12122/j.issn.1673-4254.2019.08.10.

基金项目

国家自然科学基金(81401180);广东省科技计划项目(2017ZC0070);南方医科大学南方医院院长基金重点项目(2018A002)

作者简介

田建伟,主管技师,E-mail: 13533986566@126.com;
谢婷婷,硕士研究生,E-mail: 1459937644@qq.com

通信作者

宋亚丽,博士,副主任医师,E-mail: syl950446@126.com

文章历史

收稿日期:2019-04-05
精浆中晚期氧化蛋白产物水平与畸精子症及体外受精结局参数的关系
田建伟 1, 谢婷婷 2, 邱卓琳 2, 刘婧 2, 张嘉琳 2, 叶文婷 2, 宋亚丽 2 ????
1. 南方医科大学南方医院肾内科,广东 广州 510515;
2. 南方医科大学南方医院妇产科生殖医学中心,广东 广州 510515
摘要: 目的 研究精浆中晚期氧化蛋白产物(AOPPs)水平与畸精子症及体外受精(IVF)结局参数的关系。方法 采用横断面调查研究,收集我院生殖中心2018年10月~2019年3月接受辅助生殖治疗的272例男性精浆进行AOPPs和活性氧(ROS)水平检测,并统计人口学指标、精液参数和体外受精结局指标。按照精子正常形态百分比,将助孕前患者分为畸精子症组与正常精子形态组,再将畸精子症组分为轻、中、重度3个亚组。按照受精率中位数,将取卵日患者分为Ⅰ组(低于中位数组)与Ⅱ组(高于中位数组)。结果 助孕前精浆AOPPs(P=0.003)和ROS(P=0.013)水平与精子形态百分比呈显着负相关,畸精子症组精浆AOPPs(P= 0.027)和ROS(P=0.036)水平显着升高(P=0.027),其中重度畸精子症组AOPPs水平显着高于轻度(P=0.019)和中度组(P= 0.015)。取卵日精浆AOPPs(P=0.003)和ROS(P=0.017)水平与体外受精受精率呈显着负相关,Ⅰ组精浆AOPPs(P=0.049)和ROS(P=0.036)水平显着高于Ⅱ组。结论 精浆中AOPPs水平的异常升高可能预示着男性发生重度畸精子症及体外受精受精率低下的风险增高。
关键词: 畸精子症????晚期氧化蛋白产物????体外受精????
Association of advanced oxidation protein products in seminal plasma with teratospermia and outcome parameters of in vitro fertilization
TIAN Jianwei 1, XIE Tingting 2, QIU Zhuolin 2, LIU Jing 2, YE Wenting 2, SONG Yali 2 ????
1. Department of Nephrology, Southern Medical University, Guangzhou 510515, China;
2. Center for Reproductive Medicine, Department of Obstetrics and Gynecology, Nanfang Hospital, Southern Medical University, Guangzhou 510515, China
Supported by National Natural Science Foundation of China (81401180)
Abstract: Objective To study the association of the level of advanced oxidation protein products (AOPPs) in seminal plasma with teratospermia and the outcome parameters of in vitro fertilization (IVF). Methods We conducted a cross-sectional study among 272 male patients receiving assisted reproduction treatment in the Center for Reproductive Medicine of our hospital between October, 2018 and March, 2019. The levels of seminal AOPPs and reactive oxygen species (ROS), demographic data, sperm parameters and IVF outcome parameters were analyzed for all the patients. According to the percentage of sperms with normal morphology, the patients were divided before IVF into teratozoospermia group and normal sperm morphology group, and those in teratozoospermia group were further divided into 3 subgroups with mild, moderate and severe teratozoospermia. The patients were also divided on the day oocyte retrieval into 2 groups with fertilizing rates lower (group Ⅰ) and higher (group Ⅱ) than the median rate. Results We found a significant negative correlation of seminal AOPP level before treatment with the percentage of normal sperm morphology (P=0.003) and seminal ROS level (P=0.013). The seminal levels of AOPPs (P= 0.027) and ROS (P=0.036) were significantly elevated in patients with teratospermia, and seminal AOPP level was significantly higher in severe teratospermia group than in mild (P=0.019) and moderate (P=0.015) teratospermia groups. The seminal levels of AOPPs (P=0.003) and ROS (P=0.017) on the day of oocyte retrieval were negatively correlated with the fertilization rate in IVF cycles, and the levels of AOPPs (P=0.049) and ROS (P=0.036) were significantly higher in group Ⅰ than in group Ⅱ. Conclusion An elevated level of seminal AOPPs may indicate an increased risk of severe teratospermia and a lower fertilization rate in IVF.
Keywords: teratospermia????advanced oxidation protein products????in vitro fertilization????

畸精子症是指精子形态的异常,即精子的畸形率增高,而精子的形态异常往往影响精子与卵母细胞透明带的结合,致使受精率降低,严重降低男性生育能力,影响体外受精(IVF)结局[1]。虽然畸精子症的临床治疗包括药物和辅助生殖技术,但存在费用高、妊娠率低等问题。就其根本原因在于畸精子症的发生机制尚不清楚,难以从根本上解决此类患者的生育问题。据报道,全世界育龄夫妇不孕不育症的发病率在8%~15%,其中20% ~30%完全由男性因素造成的[2],且男性生育能力呈逐年下降趋势[3-4]。因此,寻找畸精子症发生的相关因素,对于揭示其发病机理,提高此类患者的生育能力极为重要。氧化应激可产生活性氧(ROS),一定水平的ROS对于维持男性生殖系统正常生理功能具有重要意义,而过高的ROS水平与精子的畸形率上升密切相关[5-8]。以往的研究主要关注ROS介导的脂质过氧化和DNA氧化损伤对精子畸形率及其IVF结局的影响[9-10],而蛋白质的氧化损伤往往被忽视。近年来,发现晚期氧化蛋白产物(AOPPs)不仅是体内蛋白质氧化的终末期产物,而且可作为内源性致病物质,诱导或加重氧化应激[11-12],是机体许多慢性疾病如肾病、心血管、内分泌等疾病发生的重要机制[13]。AOPPs可引起中性粒细胞及单核细胞呼吸爆发;刺激中性粒细胞合成IL-8;刺激单核细胞合成炎性细胞因子TNF- a;刺激血管内皮细胞产生ROS。AOPPs检测技术简单、快速、低廉,且在评价氧化应激的特异性、灵敏度等方面均优于目前常用的经典检测指标ROS、SOD等,故AOPPs被认为是一种新型的、可靠、实用性强的蛋白氧化应激指标[14]。研究发现无精子症组精浆中AOPPs浓度显着高于正常男性组[15]。但是,关于AOPPs对畸精子症严重程度及IVF结局的影响,目前尚未见报道。因此本研究旨在从蛋白氧化损伤角度,探讨精浆中AOPPs水平与畸精子症严重程度及IVF结局参数的关系。

1 资料和方法 1.1 研究对象

采用两阶段横断面调查研究,选取了2018年10月~2019年3月在南方医科大学南方医院生殖医学中心接受不孕不育治疗的272对夫妇为研究对象。第1阶段实验旨在探索精浆AOPPs与精液参数的相关性,选取86对不孕不育夫妇的助孕前男方精浆标本,年龄26~50岁,34.8±5.5岁;第2阶段实验旨在进一步探究精浆AOPPs与体外受精结局参数的关系,选取186对不孕不育夫妇的取卵日男方精浆标本,年龄23~50岁,35.3±5.9岁。纳入标准:超促排卵方案:拮抗剂或降调节方案;获卵数≥5个;行IVF受精。排除标准:男性吸烟、癌症、泌尿生殖道和腺体感染。所有受试者纳入本研究前均获得知情同意。伦理审查由南方医院伦理委员会批准。

1.2 分组

按照精子正常形态百分比将受试分为2组,1%~ 3%为A组(畸精子症组),≥4%为B组(正常精子形态组);畸精子症组又分为3个亚组,1%为a组(重度畸精子症),2%为b组(中度畸精子症),3%为c组(轻度畸精子症)。按照受精率中位数83%(71%,94%)分为两组,≤83%为Ⅰ组(低于中位数组),> 83%为Ⅱ组(高于中位数组)。

1.3 标本收集和处理

所有受试对象禁欲3~7 d后以手淫法采集精液标本,置洁净、经消毒的一次性塑料容器内,室温下精液液化。在第1阶段实验中,按照WHO《人类精液检查与处理实验室手册》标准[16],对助孕前精液标本进行精液常规分析,测定精液体积、精子浓度,精子活力以及正常精子形态百分比等指标。精液分析后,将所有精浆样品以300 g离心15 min,置于15 mL锥形离心管中,取上清液储存在-80 ℃冰箱。在第2阶段实验中,将取卵日精液标本进行常规离心处理后,取上清液储存在-80 ℃冰箱。

1.4 AOPPs和ROS的测定

AOPPs测定采用ELISA试剂盒(南京森贝伽生物科技有限公司)。本试剂盒应用双抗体夹心法测定标本中人AOPPs水平,用酶标仪测定吸光度(A450 nm),通过标准曲线计算样品中人AOPPs浓度。质控、测定曲线及操作均严格按照说明书进行。ROS测定采用化学荧光法测试盒(Sigma)。利用DCFH-DA(2, 7-dichlorofuorescin diacetate)作为细胞内活性氧检测探针,将激发波长设置为500 nm,发射波长设置为525 nm,荧光分光光度计(Perkin Elmer)进行荧光检测。具体操作均按照说明书进行。

1.5 观察指标

年龄、体质量指数(BMI)、受精率、异常受精率及良好胚胎形成率。

1.6 统计学分析

数据采用SPSS 22.0软件进行数据处理,计量资料以均数±标准差表示,两组间采用两样t检验,多组间采用单因素方差分析,组间两两比较采用LSD法。计数资料以(%)表示,组间比较采用卡方检验。相关性分析采用Pearson相关和偏相关分析,以P < 0.05表示差异具有统计学意义。

2 结果 2.1 精浆中AOPPs水平与精液参数的相关性分析

第1阶段实验选取的86例男方精液标本,结果显示精浆中AOPPs与ROS水平呈正相关(r=0.277,P=0.01),与正常精子形态百分比呈显着负相关(r=-0.315,P= 0.003),而与年龄、BMI、禁欲天数、精液体积、精液PH、精子浓度、非前向精子运动百分率(NP)、前向精子运动精子百分率(PR)、精子活力、正常精子形态百分比等指标无显着相关性(P > 0.05)。精浆中ROS水平与正常精子形态百分比(r=-0.268,P=0.013)、精子活力(r=-0.269,P=0.012)及PR(r=-0.297,P=0.005)均呈负相关(表 1)。

表 1 精浆中AOPPs水平与精液参数的相关性分析 Tab.1 Correlation between the levels of seminal AOPPs and sperm parameters
2.2 不同精子形态组中患者的一般资料比较

为进一步验证精浆AOPPs与精子形态的关系,我们按照精子正常形态百分比分为2组,1%~3%为A组(畸精子症组),≥4%为B组(正常精子形态组)。结果显示:与正常精子形态组相比,畸精子症组精子浓度(P= 0.003)、PR(P=0.000)及精子活力(P=0.000)均显着降低,精浆AOPPs(P=0.027)和ROS(P=0.047)水平均显着升高(表 2)。

表 2 不同精子形态组中患者的一般资料比较 Tab.2 Comparison of basic parameters in different sperm morphology groups
2.3 精浆中AOPPs水平与畸精子症严重程度的关系分析

为进一步探索精浆AOPPs与畸精子症严重程度的关系,我们按照精子正常形态百分比,将畸精子症组又分为3个亚组,1%为a组(重度畸精子症),2%为b组(中度畸精子症),3%为c组(轻度畸精子症)。单因素方差分析结果显示:3组精浆中AOPPs(F=3.635,P=0.033)水平存在显着性差异。两两比较结果显示:在重度畸精子症组,精浆AOPPs水平显着高于轻度(P=0.019)和中度畸精子症组(P=0.015,图 1A)。3组精浆中ROS水平虽无显着性差异,但随着畸精子症严重程度的增加,出现了升高的趋势(图 1B)。

图 1 不同严重程度畸精子症组精浆中AOPPs和ROS水平的差异 Fig.1 Seminal levels of AOPPs (A) and ROS (B) in teratospermia groups with different severities (*P < 0.05). a: 1% of normal sperm; b: 2% of normal sperm; c: 3% of normal sperm
2.4 不同受精率组中患者的一般资料比较

为了研究精浆AOPPs对IVF结局的影响,在第2阶段实验中我们选取了186例接受IVF治疗的取卵日男方精液标本,按照受精率中位数83%(71%,94%)分为2组,≤83%为Ⅰ组(低于中位数组),> 83%为Ⅱ组(高于中位数组)。结果显示:与高于中位数组相比,低于中位数组取卵日精浆AOPPs(P=0.036)和ROS(P=0.049)水平显着升高,成熟卵母细胞率显着降低(P=0.000,表 3)。

表 3 不同受精率组中患者的一般资料比较 Tab.3 Comparison of basic parameters in different fertilization rate groups
2.5 精浆中AOPPs与IVF结局参数的相关性分析

我们分析了186例取卵日男方精浆中AOPPs水平与IVF结局参数的相关性,结果显示取卵日精浆中AOPPs水平与受精率呈显着负相关(r=- 0.214,P= 0.003),与异常受精率(r=-0.096,P=0.190)及优质胚胎形成率(r=0.027,P=0.710)无相关性。此外,我们控制了成熟卵母细胞率这一变量对受精率的影响,采用偏相关分析结果显示取卵日精浆中AOPPs水平仍与受精率呈显着负相关(r=-0.228,P=0.002)。精浆中ROS水平与IVF结局参数的相关性与AOPPs结果一致(表 4)。

表 4 精浆中AOPPs水平与IVF结局参数的相关性分析 Tab.4 Relationship between seminal AOPPs level and IVF outcome parameters
3 讨论

氧化应激是指机体内ROS的产生和清除处于失衡的一种状态[17]。生理剂量的ROS在调节细胞生长、信号传导及防御微生物侵袭等方面都有着重要作用。生理状态下,精子能够自发产生一定量的ROS,适量的ROS在调控与精子获能相关的酪氨酸磷酸化反应中扮演着重要的角色。然而,当精子内ROS水平远远超过抗氧化剂所能承受的最大限度,则会诱发一系列的氧化应激反应,导致脂质过氧化、蛋白质修饰和DNA损伤[18]。研究表明[19-21],精浆中异常升高的ROS水平与男性不育密切相关。

AOPPs不仅是氧化应激的产物,同时也是氧化应激的执行者,可进一步促进氧化应激的产生,形成氧化应激的恶性循环[11-12]。而过度的氧化应激可损害精子形成和精子代谢,增加精子畸形率,继而降低受精率,最终致男性不育[22-23]。然而AOPPs是否与畸精子症严重程度及其IVF受精率低下相关,尚不清楚。本研究结果显示,与正常精子形态的男性相比,在畸精子症尤其是重度畸精子症患者的精浆中AOPPs水平显着升高,同时相关分析发现AOPPs与正常精子形态百分比及其IVF受精率呈显着负相关关系。

在第1阶段助孕前精浆的研究中,通过对AOPPs水平与各项精液参数的相关性分析,我们发现了AOPPs与正常精子形态百分比存在负相关。继而根据正常精子形态百分比进行分组比较,结果发现与正常形态精子组比较,畸精子症组精浆AOPPs水平显着升高,尤其重度畸精子症组显着高于轻、中度组。提示精浆中AOPPs水平的异常升高,可能预示着男性发生重度畸精子症的风险增高。Kratz等[15]在前期研究中发现无精子症组和畸形精子症组的AOPPs水平高于正常对照组,无精子症患者的精浆中AOPPs水平高于畸形精子症组,该研究认为精浆中过高的AOPPs水平可能影响了精子的正常发育。这与我们的结果一致,我们的结果不仅发现畸形精子症组中的AOPPs高于正常形态组,且随着畸形程度的加重,精浆AOPPs水平也是逐渐升高。氧化应激造成精子结构和功能完整性的损害,是导致精子细胞功能障碍和男性不育的主要原因[23]。抗氧化剂对致畸精子具有保护作用,能提高精子活力和DNA完整性,这进一步证实了氧化应激反应对精子产生的重大影响[24]。本研究中,虽然不同程度畸精子症组精浆中ROS水平无显着性差异,但随着畸精子症严重程度的增加,ROS水平呈现了升高的趋势,同时精浆中ROS水平与正常精子形态百分比存在负相关,而AOPPs与ROS呈显着正相关。过量的ROS水平主要介导脂质、蛋白质和DNA的氧化损伤[18],而AOPPs作为蛋白质氧化损伤的产物,可引起ROS的蓄积。故我们推测,AOPPs作为内源性致病物,可诱导和加重机体内氧化应激反应,致使过量ROS产生,并进而对精子的形态和功能造成损伤。

既然精浆中AOPPs水平与畸精子症及其严重程度相关,而畸精子症影响IVF受精,因此在第2阶段取卵日精浆的研究中,我们进一步分析了AOPPs水平与IVF受精率的关系。根据受精率中位数进行分组比较,发现低于受精率中位数组精浆AOPPs水平显着升高,采用Pearson相关分析也发现AOPPs水平与IVF受精率负相关。考虑受精率与女方因素也存在一定的相关性,为了剔除女性相关因素的影响,我们也比较了不同受精率组中女方年龄、不孕类型、不孕原因、不孕年限及成熟卵母细胞率等指标,结果发现低受精率组成熟卵母细胞率显着降低,其余指标均无显着差异。因此,我们控制了成熟卵母细胞率这一变量后,AOPPs水平仍与受精率呈负相关。提示精浆中过高的AOPPs水平可能影响IVF受精率。虽然目前精浆中AOPPs与IVF结局的相关报道较少,但是过度的氧化应激对男性生殖损害的报道较多,如毒物暴露、化疗、电离辐射、衰老、肥胖、吸烟和酗酒等都会造成男性生殖系统过度的氧化应激反应,而其均会对男性生殖道、生殖细胞、性激素、子代的表观遗传等方面造成严重的负面影响[25]。多项研究表明过高的ROS可以与精子DNA反应,造成N-糖苷键断裂,使DNA脱碱基位点,影响分子结构稳定性,导致DNA单链断裂,最终损伤DNA[26-29]。ROS水平与精子异常形态发生率之间存在显着的正相关[23, 30-31]。精子DNA碎片指数与IVF受精率呈显着负相关[32-33]。而Hammadeh等[34]发现精浆中过高的ROS水平与IVF周期受精率降低有关。我们的结果中同样证实了ROS与受精率呈负相关。因此,我们推测精浆中过高的AOPPs水平,可能通过诱导或加重氧化应激,使ROS异常升高。而异常升高的ROS,一方面损伤精子DNA,使精子DNA链断裂[28];另一方面使精子膜发生脂质过氧化,破坏膜的流动性和完整性,增加畸形率[35-36],进而导致受精率下降,最终影响IVF结局。

综述所述,精浆中AOPPs水平与畸精子症及其严重程度相关,过高的AOPPs水平可能影响IVF受精率。提示精浆中AOPPs水平的异常升高可能预示着男性发生重度畸精子症及IVF受精率低下的风险增高。这为探索畸精子症发病机理和寻找干预措施提供新思路。同时有望通过补充抗氧化剂或NADPH氧化酶抑制剂减轻或降低精浆氧化应激水平[28],改善精液质量,增加受精率,提高此类患者生育能力和辅助生殖技术治疗效率。

参考文献
[1]
Lemmens L, Kos S, Beijer C, et al. Predictive value of sperm morphology and progressively motile sperm count for pregnancy outcomes in intrauterine insemination[J]. Fertil Steril, 2016, 105(6): 1462-8. DOI:10.1016/j.fertnstert.2016.02.012
[2]
Agarwal A, Mulgund A, Hamada A, et al. A unique view on male infertility around the globe[J]. Reprod Biol Endocrinol, 2015, 13(5): 37.
[3]
Merzenich H, Zeeb H, Blettner M. Decreasing sperm quality: a global problem?[J]. BMC Public Health, 2010, 10(1): 24. DOI:10.1186/1471-2458-10-24
[4]
Jorgensen N, Joensen UN, Jensen TK, et al. Human semen quality in the new millennium: a prospective cross-sectional populationbased study of 4867 men[J]. BMJ Open, 2012, 2(4): 35-6.
[5]
Gavriliouk D, Aitken RJ. Damage to sperm DNA mediated by reactive Oxygen species: its impact on human reproduction and the health trajectory of offspring[J]. Adv Exp Med Biol, 2015, 868(10): 23-47.
[6]
Opuwari CS, Henkel RR. An update on oxidative damage to spermatozoa and oocytes[J]. Biomed Res Int, 2016, 28(7): 9540142.
[7]
Oumaima A, Tesnim A, Zohra H, et al. Investigation on the origin of sperm morphological defects: oxidative attacks, chromatin immaturity, and DNA fragmentation[J]. Environ Sci Pollut Res Int, 2018, 25(14, SI): 13775-86. DOI:10.1007/s11356-018-1417-4
[8]
Ko EY, Sabanegh J, Agarwal A. Male infertility testing: reactive Oxygen species and antioxidant capacity[J]. Fertil Steril, 2014, 102(6): 1518-27. DOI:10.1016/j.fertnstert.2014.10.020
[9]
Moazamian R, Polhemus A, Connaughton H, et al. Oxidative stress and human spermatozoa: diagnostic and functional significance of aldehydes generated as a result of lipid peroxidation[J]. Mol Hum Reprod, 2015, 21(6): 502-15. DOI:10.1093/molehr/gav014
[10]
Martin-Hidalgo D, Julia Bragado M, Batista AR, et al. Antioxidants and male fertility: from molecular studies to clinical evidence[J]. Antioxidants (Basel), 2019, 8(4): E89. DOI:10.3390/antiox8040089
[11]
Wu Q, Zhong ZM, Zhu SY, et al. Advanced oxidation protein products induce chondrocyte apoptosis via receptor for advanced glycation end products-mediated, redox-dependent intrinsic apoptosis pathway[J]. Apoptosis, 2016, 21(1): 36-50. DOI:10.1007/s10495-015-1191-4
[12]
Cao W, Xu J, Zhou ZM, et al. Advanced oxidation protein products activate intrarenal renin-angiotensin system via a CD36-mediated, redox-dependent pathway[J]. Antioxid Redox Signal, 2013, 18(1): 19-35. DOI:10.1089/ars.2012.4603
[13]
Piwowar A. Advanced oxidation protein products. Part Ⅰ. Mechanism of the formation, characteristics and property[J]. Pol Merkur Lekarski, 2010, 28(164): 166-9.
[14]
Piwowar A. The advanced oxidation protein products as potential diagnostic and prognostic factor in diseases of the indicated participation of oxidative stress[J]. Postepy Hig Med Dosw, 2014, 68(5): 446-58.
[15]
Kratz EM, Piwowar A. Melatonin, advanced oxidation protein products and total antioxidant capacity as seminal parameters of prooxidant-antioxidant balance and their connection with expression of metalloproteinases in context of male fertility[J]. J Physiol Pharmacol, 2017, 68(5): 659-68.
[16]
Cooper TG, Noonan E, von Eckardstein S, et al. World Health Organization reference values for human semen characteristics[J]. Hum Reprod Update, 2010, 16(3): 231-45. DOI:10.1093/humupd/dmp048
[17]
Eva, Tvrdá, Anton, et al. Antioxidant efficiency of lycopene on oxidative stress-induced damage in bovine spermatozoa[J]. J Anim Sci Biotechnol, 2017, 7(1): 67-79.
[18]
Aitken RJ, De Iuliis GN, Finnie JM, et al. Analysis of the relationships between oxidative stress, DNA damage and sperm vitality in a patient population: development of diagnostic criteria[J]. Hum Reprod, 2010, 25(10): 2415-26. DOI:10.1093/humrep/deq214
[19]
Kamkar N, Ramezanali F, Sabbaghian M. The relationship between sperm DNA fragmentation, free radicals and antioxidant capacity with idiopathic repeated pregnancy loss[J]. Reprod Biol, 2018, 18(4): 330-5. DOI:10.1016/j.repbio.2018.11.002
[20]
Darbandi M, Darbandi S, Agarwal A, et al. Reactive Oxygen species and malereproductive hormones[J]. Reprod Biol Endocrinol, 2018, 16(1): 87. DOI:10.1186/s12958-018-0406-2
[21]
Kumar N, Singh AK. Reactive Oxygen species in seminal plasma as a causeof male infertility[J]. Gynecol Obstet Hum Reprod, 2018, 47(10): 565-72. DOI:10.1016/j.jogoh.2018.06.008
[22]
Dorostghoal M, Kazeminejad SR, Shahbazian N, et al. Oxidative stress status and sperm DNA fragmentation in fertile and infertile men[J]. Andrologia, 2017, 49(10): 12762. DOI:10.1111/and.12762
[23]
Agarwal A, Tvrda E, Sharma R. Relationship amongst teratozoospermia, seminal oxidative stress and male infertility[J]. Reprod Biol Endocrinol, 2014, 27(12): 45.
[24]
Fanaei H, Khayat S, Halvaei I, et al. Effects of ascorbic acid on sperm motility, viability, acrosome reaction and DNA integrity in teratozoospermic samples[J]. Iran J Reprod Med, 2014, 12(2): 103-10.
[25]
Schieber M, Chandel NS. ROS function in redox signaling and oxidative stress[J]. Curr Biol, 2014, 24(10): R453-62. DOI:10.1016/j.cub.2014.03.034
[26]
Zandieh Z, Vatannejad A, Doosti M, et al. Comparing reactive oxygenspecies and DNA fragmentation in semen samples of unexplained infertile and healthy fertile men[J]. Ir J Med Sci, 2018, 187(3): 657-62. DOI:10.1007/s11845-017-1708-7
[27]
Houston BJ, Nixon B, King BV, et al. The effects of radiofrequency electromagnetic radiation on sperm function[J]. Reproduction, 2016, 152(6): R263-76. DOI:10.1530/REP-16-0126
[28]
Aktan G, Dogru-Abbasoglu S, Kucukgergin CA, et al. Mystery of idiopathic male infertility: is oxidative stress an actual risk[J]. Fertil Steril, 2013, 99(5): 1211-5. DOI:10.1016/j.fertnstert.2012.11.045
[29]
Luczaj W, Skrzydlewska E. DNA damage caused by lipid peroxidation products[J]. Cell Mol Biol Lett, 2003, 8(2): 391-413.
[30]
Colagar AH, Marzony, Chaichi MJ. Zinc levels in seminal plasma are associated with sperm quality in fertile and infertile men[J]. Nutr Res, 2009, 29(2): 82-8. DOI:10.1016/j.nutres.2008.11.007
[31]
Keshtgar HF, Bahmanpour S, Azad F. In vitro effects of a tocopherol on teratozoospermic semen samples[J]. Andrologia, 2012, 44(Suppl 1): 721-7.
[32]
Kishi K, Ogata H, Ogata S, et al. Frequency of sperm DNA fragmentation according to selection method: comparison and relevance of a microfluidic device and a swim-up procedure[J]. J Clin Diagn Res, 2015, 9(11): QC14-6.
[33]
Simon L, Emery BR, Carrell DT. Review: diagnosis and impact of sperm DNA alterations in assisted reproduction[J]. Best Pract Res Clin Obstet Gynaecol, 2017, 44(12): 38-56.
[34]
Hammadeh ME, Al Hasani S, Rosenbaum P, et al. Reactive oxygen species, total antioxidant concentration of seminal plasma and their effect on sperm parameters and outcome of IVF/ICSI patients[J]. Arch Gynecol Obstet, 2008, 277(6): 515-26. DOI:10.1007/s00404-007-0507-1
[35]
Hosen MB, Islam MR, Begum F, et al. Oxidative stress induced sperm DNA damage, a possible reason for male infertility[J]. Iran J Reprod Med, 2015, 13(9): 525-32.
[36]
Evgeni E, Charalabopoulos K, Asimakopoulos B. Human sperm DNA fragmentation and its correlation with conventional semen parameters[J]. Reprod Infertil, 2014, 15(1): 2-14.
[37]
Liang XJ, Duan N, Wang YE, et al. Advanced oxidation protein products induce endothelial-to-mesenchymal transition in human renal glomerular endothelial cells through induction of endoplasmic reticulum stress[J]. J Diabetes Complications, 2016, 30(4): 573-9. DOI:10.1016/j.jdiacomp.2016.01.009